Système CellMek SPS : performances de préparation des échantillons

Pourcentage de populations fenêtrées issu des préparations d'échantillons automatisées ou manuelles à l'aide d'un flux de travail de lavage/coloration/lyse et fixation/lavage avec un panel d'anticorps à 10 couleurs dans un format liquide ou sec

Kelly Andrews, Gang Xu, Xizi Dai, Karen Lo, Jessica Ashbaugh, Jin Zhang, Ernesto Staroswiecki
Recherche et développement, Beckman Coulter Life Sciences, Miami, Floride, États-Unis

Flux de travail

Préparation des échantillons

CellMek SPS Sample Preparation Station main unit

CellMek SPS

Système de préparation des échantillons

DURACartridges with the packaging

Cartouches DURACartridges

Cocktail de réactifs secs à 10 couleurs

Acquisition d'échantillons

Navios EX Flow Cytometer

Cytomètre en flux Navios

Analyse des échantillons

Kaluza C Analysis Software 10 Color Data

Kaluza C

Logiciel d'analyse de cytomètre en flux

Introduction

L'instrument CellMek SPS est un système de préparation des échantillons automatisé destiné à une utilisation de diagnostic in vitro dans les laboratoires de cytométrie en flux conçus pour traiter le sang total (WB), la moelle osseuse (BM), et d'autres échantillons pertinents en mode cellule unique pour l'analyse de cytométrie en flux en aval. 

Refrigerated antibody carousel of CellMek SPS

Les flux de travail cliniques consistent couramment à laver une aliquote d'échantillon, colorer avec des anticorps liquides ou secs, lyser les érythrocytes et fixer les globules blancs colorés (WBC), laver les échantillons préparés lysés/fixés et reconstituer dans le tampon pour l'analyse de cytométrie en flux en aval. Un flux de travail comme celui-ci, qui utilise tous les modules de l'instrument CellMek SPS, a été choisi pour évaluer les performances du système par rapport aux échantillons préparés manuellement. Les modules utilisés incluent le module de transport d'échantillons, le module de plaque de réaction, le module de lavage des cellules, le module de réactifs secs, le module d'anticorps liquides, le module de réactifs de préparation et le module de sortie.

Méthodes

Le sang total, la moelle osseuse et les autres suspensions à cellule unique (liquide céphalo-rachidien [CSF] ou autres liquides corporels) ont été obtenus auprès de donneurs normaux et cliniques (97 donneurs uniques) et ont été traités à l'aide d'un flux de travail de lavage/coloration/lyse et fixation/lavage représentatif avec un panel d'anticorps à 10 couleurs personnalisé dans un format de réactifs secs DURACartridge ou un format de cocktail d'anticorps liquides. Le panel à 10 couleurs était composé de Kappa-FITC, Lambda-PE, CD10-ECD, CD5-PC5.5, CD200-PC7, CD34-APC, CD38-AA700, CD20-AA750, CD19-PB et CD45-KrO.

Tableau 1. Panel d'anticorps à 10 couleurs personnalisé dans un format liquide ou de réactifs secs DURACartridge.

Panel d'anticorps Combinaison de marqueur et fluorochrome (format liquide ou DURACartridge)
FITC PE ECD PC5.5 PC7 APC AA700 AA750 PB KrO
Panel à
10 couleurs
 
Kappa Lambda CD10 CD5 CD200 CD34 CD38 CD20 CD19 CD45

Les échantillons ont été préparés en duplicats sur l'un des trois instruments CellMek SPS, créant au total 152 points de données chacun pour les globules blancs CD45+ et les sous-populations fenêtrées (formats liquides et secs combinés). Chaque échantillon traité avec l'instrument CellMek SPS a été comparé à un échantillon préparé manuellement d'un donneur compatible à l'aide des flux de travail et réactifs équivalents. Toutes les données des échantillons préparés ont été acquises sur un cytomètre en flux Navios et analysées à l'aide d'un logiciel Kaluza C. La comparaison des procédures de mesure et l'estimation du biais ont été effectuées par des biostatisticiens.

Résultats attendus pour le biais total rapporté au pourcentage positif par rapport à la référence :

  • ± 5% d'écart de point pour un % de sous-ensembles positifs ≤ 20 %
  • ± 8% d'écart de point pour un % de sous-ensembles positifs > 20 %

Tableau 2. Biais total par rapport à une référence préparée manuellement de sous-populations fenêtrées en pourcentage positif aux percentiles.

Analyte Percentile Level Bias 95% Confidence Limits Acceptance
Limit (±)
Conclusion
Lower Upper
Lymphocytes 25 19.175 -0.702 -1.051 -0.353 5 Pass
50 30.075 -0.865 -1.255 -0.475 8 Pass
75 41.055 -1.028 -1.589 -0.468 8 Pass
Monocytes 25 5.075 0.757 0.569 0.944 5 Pass
50 6.805 0.723 0.527 0.920 5 Pass
75 8.825 0.684 0.468 0.900 5 Pass
Granulocytes 25 49.005 -0.251 -0.718 0.217 8 Pass
50 59.945 -0.219 -0.615 0.177 8 Pass
75 71.040 -0.187 -0.579 0.205 8 Pass
CD38+ 25 5.200 0.826 0.639 1.014 5 Pass
50 6.448 0.786 0.595 0.977 5 Pass
75 8.695 0.714 0.501 0.926 5 Pass
CD10+ 25 33.890 0.602 0.178 1.026 8 Pass
50 54.775 0.417 0.084 0.751 8 Pass
75 63.570 0.340 -0.003 0.682 8 Pass
CD34+ 25 0.025 -0.025 -0.106 0.056 5 Pass
50 0.050 -0.025 -0.106 0.056 5 Pass
75 0.170 -0.025 -0.106 0.055 5 Pass
CD5+CD19-
(Lymphocytes)
25 66.650 -1.062 -1.508 -0.616 8 Pass
50 73.255 -0.832 -1.105 -0.559 8 Pass
75 78.620 -0.645 -0.990 -0.300 8 Pass
CD200+CD19-
(Lymphocytes)
25 4.123 0.603 0.382 0.825 5 Pass
50 8.303 1.023 0.818 1.227 5 Pass
75 13.410 1.535 1.092 1.978 5 Pass
CD19+CD20+
(Lymphocytes)
25 6.423 0.300 0.110 0.489 5 Pass
50 11.100 0.619 0.391 0.847 5 Pass
75 16.728 1.004 0.626 1.381 5 Pass
Kappa+
(CD19+CD20+)
25 56.025 0.933 -0.893 2.758 8 Pass
50 58.850 0.555 -0.555 1.665 8 Pass
75 62.160 0.112 -0.357 0.581 8 Pass
Lambda+
(CD19+CD20+)
25 36.630 -0.027 -0.442 0.388 8 Pass
50 40.030 0.052 -0.286 0.390 8 Pass
75 43.120 0.124 -0.248 0.496 8 Pass
 

Tableau 3. Sous-composant de biais par rapport à une référence préparée manuellement de sous-populations fenêtrées en pourcentage positif aux percentiles.

Sub-
component
Group Percentile Level Bias 95% Confidence Limits Acceptance
Limit (±)
Conclusion
Lower Upper
Sample
Preparation
Panel Design
Typical
Incubation
25 5.895 0.493 0.380 0.606 5 Pass
50 20.263 0.349 0.216 0.483 8 Pass
75 56.340 -0.012 -0.294 0.269 8 Pass
Throughput
Optimized
25 6.605 0.493 0.300 0.687 5 Pass
50 25.505 0.176 -0.030 0.381 8 Pass
75 58.765 -0.384 -0.713 -0.054 8 Pass
Instrument 1 25 5.740 0.593 0.471 0.714 5 Pass
50 20.740 0.323 0.201 0.446 8 Pass
75 57.820 -0.342 -0.550 -0.135 8 Pass
2 25 7.280 0.259 0.062 0.456 5 Pass
50 27.240 0.322 -0.062 0.707 8 Pass
75 54.820 0.410 -0.345 1.164 8 Pass
3 25 7.445 0.280 -0.011 0.571 5 Pass
50 18.920 0.233 -0.022 0.488 5 Pass
75 58.370 0.072 -0.346 0.491 8 Pass
Antibody
Format
Dry 25 6.238 0.387 0.272 0.502 5 Pass
50 21.193 0.228 0.083 0.373 8 Pass
75 57.135 -0.154 -0.459 0.151 8 Pass
Liquid 25 5.850 0.703 0.519 0.886 5 Pass
50 22.480 0.444 0.277 0.610 8 Pass
75 58.295 -0.113 -0.366 0.140 8 Pass
Anti-
coagulant
ACD 25 6.230 0.491 0.377 0.606 5 Pass
50 22.710 0.317 0.204 0.429 8 Pass
75 57.475 -0.052 -0.246 0.142 8 Pass
EDTA 25 7.565 0.523 0.416 0.631 5 Pass
50 25.138 0.250 0.154 0.345 8 Pass
75 58.345 -0.268 -0.427 -0.109 8 Pass
Heparin 25 6.855 0.130 -0.045 0.304 5 Pass
50 33.395 0.186 -0.002 0.374 8 Pass
75 56.605 0.236 -0.060 0.531 8 Pass
None 25 2.460 0.783 0.292 1.275 5 Pass
50 12.208 0.537 -0.056 1.130 5 Pass
75 50.065 -0.419 -1.758 0.919 8 Pass
Specimen Type BM 25 5.255 0.682 0.516 0.849 5 Pass
50 20.280 0.423 0.255 0.592 8 Pass
75 55.660 -0.187 -0.498 0.124 8 Pass
Body Fluid 25 2.213 0.933 0.390 1.476 5 Pass
50 10.648 0.699 0.040 1.357 5 Pass
75 48.283 -0.347 -1.932 1.237 8 Pass
CSF 25 4.140 0.010 -1.006 1.026 5 Pass
50 14.973 -0.130 -1.038 0.778 5 Pass
75 67.520 -0.812 -2.701 1.077 8 Pass
WB 25 7.390 0.347 0.266 0.428 5 Pass
50 28.270 0.195 0.118 0.272 8 Pass
75 58.055 -0.022 -0.145 0.102 8 Pass

Conclusion

Les performances de préparation d'échantillons sont équivalentes entre le CellMek SPS automatisé et le processus de préparation manuel indépendamment des sources courantes de variabilité. Le biais total par rapport à la référence préparée manuellement des sous-populations fenêtrées en pourcentage positif était compris dans 5 points de pourcentage pour les populations ≤ 20 % et dans 8 points de pourcentage pour les populations > 20 %. L'analyse des sous-composants de la conception de panel de préparation des échantillons (incubation typique ou débit optimisé), instrument (1, 2 ou 3), format d'anticorps (liquide ou sec), anticoagulant (EDTA, ACD, héparine ou aucun), et type d'échantillon (WB, BM, liquide corporel, ou CSF) a été évaluée sur un ensemble de données de marqueurs combinés. Toutes les catégories de sous-composants analysées étaient comprises dans 5 points de pourcentage pour les populations ≤ 20 % et dans 8 points de pourcentage pour les populations > 20 %.

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