Système CellMek SPS : performances de préparation des échantillons
Pourcentage de populations fenêtrées issu des préparations d'échantillons automatisées ou manuelles à l'aide d'un flux de travail de lavage/coloration/lyse et fixation/lavage avec un panel d'anticorps à 10 couleurs dans un format liquide ou sec
Kelly Andrews, Gang Xu, Xizi Dai, Karen Lo, Jessica Ashbaugh, Jin Zhang, Ernesto StaroswieckiRecherche et développement, Beckman Coulter Life Sciences, Miami, Floride, États-Unis
Flux de travail
Préparation des échantillons
Introduction
L'instrument CellMek SPS est un système de préparation des échantillons automatisé destiné à une utilisation de diagnostic in vitro dans les laboratoires de cytométrie en flux conçus pour traiter le sang total (WB), la moelle osseuse (BM), et d'autres échantillons pertinents en mode cellule unique pour l'analyse de cytométrie en flux en aval.
Les flux de travail cliniques consistent couramment à laver une aliquote d'échantillon, colorer avec des anticorps liquides ou secs, lyser les érythrocytes et fixer les globules blancs colorés (WBC), laver les échantillons préparés lysés/fixés et reconstituer dans le tampon pour l'analyse de cytométrie en flux en aval. Un flux de travail comme celui-ci, qui utilise tous les modules de l'instrument CellMek SPS, a été choisi pour évaluer les performances du système par rapport aux échantillons préparés manuellement. Les modules utilisés incluent le module de transport d'échantillons, le module de plaque de réaction, le module de lavage des cellules, le module de réactifs secs, le module d'anticorps liquides, le module de réactifs de préparation et le module de sortie.
Méthodes
Le sang total, la moelle osseuse et les autres suspensions à cellule unique (liquide céphalo-rachidien [CSF] ou autres liquides corporels) ont été obtenus auprès de donneurs normaux et cliniques (97 donneurs uniques) et ont été traités à l'aide d'un flux de travail de lavage/coloration/lyse et fixation/lavage représentatif avec un panel d'anticorps à 10 couleurs personnalisé dans un format de réactifs secs DURACartridge ou un format de cocktail d'anticorps liquides. Le panel à 10 couleurs était composé de Kappa-FITC, Lambda-PE, CD10-ECD, CD5-PC5.5, CD200-PC7, CD34-APC, CD38-AA700, CD20-AA750, CD19-PB et CD45-KrO.
Tableau 1. Panel d'anticorps à 10 couleurs personnalisé dans un format liquide ou de réactifs secs DURACartridge.
| Panel d'anticorps | Combinaison de marqueur et fluorochrome (format liquide ou DURACartridge) | |||||||||
| FITC | PE | ECD | PC5.5 | PC7 | APC | AA700 | AA750 | PB | KrO | |
| Panel à 10 couleurs |
Kappa | Lambda | CD10 | CD5 | CD200 | CD34 | CD38 | CD20 | CD19 | CD45 |
Les échantillons ont été préparés en duplicats sur l'un des trois instruments CellMek SPS, créant au total 152 points de données chacun pour les globules blancs CD45+ et les sous-populations fenêtrées (formats liquides et secs combinés). Chaque échantillon traité avec l'instrument CellMek SPS a été comparé à un échantillon préparé manuellement d'un donneur compatible à l'aide des flux de travail et réactifs équivalents. Toutes les données des échantillons préparés ont été acquises sur un cytomètre en flux Navios et analysées à l'aide d'un logiciel Kaluza C. La comparaison des procédures de mesure et l'estimation du biais ont été effectuées par des biostatisticiens.
Résultats attendus pour le biais total rapporté au pourcentage positif par rapport à la référence :
- ± 5% d'écart de point pour un % de sous-ensembles positifs ≤ 20 %
- ± 8% d'écart de point pour un % de sous-ensembles positifs > 20 %
Tableau 2. Biais total par rapport à une référence préparée manuellement de sous-populations fenêtrées en pourcentage positif aux percentiles.
| Analyte | Percentile | Level | Bias | 95% Confidence Limits | Acceptance Limit (±) |
Conclusion | |
| Lower | Upper | ||||||
| Lymphocytes | 25 | 19.175 | -0.702 | -1.051 | -0.353 | 5 | Pass |
| 50 | 30.075 | -0.865 | -1.255 | -0.475 | 8 | Pass | |
| 75 | 41.055 | -1.028 | -1.589 | -0.468 | 8 | Pass | |
| Monocytes | 25 | 5.075 | 0.757 | 0.569 | 0.944 | 5 | Pass |
| 50 | 6.805 | 0.723 | 0.527 | 0.920 | 5 | Pass | |
| 75 | 8.825 | 0.684 | 0.468 | 0.900 | 5 | Pass | |
| Granulocytes | 25 | 49.005 | -0.251 | -0.718 | 0.217 | 8 | Pass |
| 50 | 59.945 | -0.219 | -0.615 | 0.177 | 8 | Pass | |
| 75 | 71.040 | -0.187 | -0.579 | 0.205 | 8 | Pass | |
| CD38+ | 25 | 5.200 | 0.826 | 0.639 | 1.014 | 5 | Pass |
| 50 | 6.448 | 0.786 | 0.595 | 0.977 | 5 | Pass | |
| 75 | 8.695 | 0.714 | 0.501 | 0.926 | 5 | Pass | |
| CD10+ | 25 | 33.890 | 0.602 | 0.178 | 1.026 | 8 | Pass |
| 50 | 54.775 | 0.417 | 0.084 | 0.751 | 8 | Pass | |
| 75 | 63.570 | 0.340 | -0.003 | 0.682 | 8 | Pass | |
| CD34+ | 25 | 0.025 | -0.025 | -0.106 | 0.056 | 5 | Pass |
| 50 | 0.050 | -0.025 | -0.106 | 0.056 | 5 | Pass | |
| 75 | 0.170 | -0.025 | -0.106 | 0.055 | 5 | Pass | |
| CD5+CD19- (Lymphocytes) |
25 | 66.650 | -1.062 | -1.508 | -0.616 | 8 | Pass |
| 50 | 73.255 | -0.832 | -1.105 | -0.559 | 8 | Pass | |
| 75 | 78.620 | -0.645 | -0.990 | -0.300 | 8 | Pass | |
| CD200+CD19- (Lymphocytes) |
25 | 4.123 | 0.603 | 0.382 | 0.825 | 5 | Pass |
| 50 | 8.303 | 1.023 | 0.818 | 1.227 | 5 | Pass | |
| 75 | 13.410 | 1.535 | 1.092 | 1.978 | 5 | Pass | |
| CD19+CD20+ (Lymphocytes) |
25 | 6.423 | 0.300 | 0.110 | 0.489 | 5 | Pass |
| 50 | 11.100 | 0.619 | 0.391 | 0.847 | 5 | Pass | |
| 75 | 16.728 | 1.004 | 0.626 | 1.381 | 5 | Pass | |
| Kappa+ (CD19+CD20+) |
25 | 56.025 | 0.933 | -0.893 | 2.758 | 8 | Pass |
| 50 | 58.850 | 0.555 | -0.555 | 1.665 | 8 | Pass | |
| 75 | 62.160 | 0.112 | -0.357 | 0.581 | 8 | Pass | |
| Lambda+ (CD19+CD20+) |
25 | 36.630 | -0.027 | -0.442 | 0.388 | 8 | Pass |
| 50 | 40.030 | 0.052 | -0.286 | 0.390 | 8 | Pass | |
| 75 | 43.120 | 0.124 | -0.248 | 0.496 | 8 | Pass | |
Tableau 3. Sous-composant de biais par rapport à une référence préparée manuellement de sous-populations fenêtrées en pourcentage positif aux percentiles.
| Sub- component |
Group | Percentile | Level | Bias | 95% Confidence Limits | Acceptance Limit (±) |
Conclusion | |
| Lower | Upper | |||||||
| Sample Preparation Panel Design |
Typical Incubation |
25 | 5.895 | 0.493 | 0.380 | 0.606 | 5 | Pass |
| 50 | 20.263 | 0.349 | 0.216 | 0.483 | 8 | Pass | ||
| 75 | 56.340 | -0.012 | -0.294 | 0.269 | 8 | Pass | ||
| Throughput Optimized |
25 | 6.605 | 0.493 | 0.300 | 0.687 | 5 | Pass | |
| 50 | 25.505 | 0.176 | -0.030 | 0.381 | 8 | Pass | ||
| 75 | 58.765 | -0.384 | -0.713 | -0.054 | 8 | Pass | ||
| Instrument | 1 | 25 | 5.740 | 0.593 | 0.471 | 0.714 | 5 | Pass |
| 50 | 20.740 | 0.323 | 0.201 | 0.446 | 8 | Pass | ||
| 75 | 57.820 | -0.342 | -0.550 | -0.135 | 8 | Pass | ||
| 2 | 25 | 7.280 | 0.259 | 0.062 | 0.456 | 5 | Pass | |
| 50 | 27.240 | 0.322 | -0.062 | 0.707 | 8 | Pass | ||
| 75 | 54.820 | 0.410 | -0.345 | 1.164 | 8 | Pass | ||
| 3 | 25 | 7.445 | 0.280 | -0.011 | 0.571 | 5 | Pass | |
| 50 | 18.920 | 0.233 | -0.022 | 0.488 | 5 | Pass | ||
| 75 | 58.370 | 0.072 | -0.346 | 0.491 | 8 | Pass | ||
| Antibody Format |
Dry | 25 | 6.238 | 0.387 | 0.272 | 0.502 | 5 | Pass |
| 50 | 21.193 | 0.228 | 0.083 | 0.373 | 8 | Pass | ||
| 75 | 57.135 | -0.154 | -0.459 | 0.151 | 8 | Pass | ||
| Liquid | 25 | 5.850 | 0.703 | 0.519 | 0.886 | 5 | Pass | |
| 50 | 22.480 | 0.444 | 0.277 | 0.610 | 8 | Pass | ||
| 75 | 58.295 | -0.113 | -0.366 | 0.140 | 8 | Pass | ||
| Anti- coagulant |
ACD | 25 | 6.230 | 0.491 | 0.377 | 0.606 | 5 | Pass |
| 50 | 22.710 | 0.317 | 0.204 | 0.429 | 8 | Pass | ||
| 75 | 57.475 | -0.052 | -0.246 | 0.142 | 8 | Pass | ||
| EDTA | 25 | 7.565 | 0.523 | 0.416 | 0.631 | 5 | Pass | |
| 50 | 25.138 | 0.250 | 0.154 | 0.345 | 8 | Pass | ||
| 75 | 58.345 | -0.268 | -0.427 | -0.109 | 8 | Pass | ||
| Heparin | 25 | 6.855 | 0.130 | -0.045 | 0.304 | 5 | Pass | |
| 50 | 33.395 | 0.186 | -0.002 | 0.374 | 8 | Pass | ||
| 75 | 56.605 | 0.236 | -0.060 | 0.531 | 8 | Pass | ||
| None | 25 | 2.460 | 0.783 | 0.292 | 1.275 | 5 | Pass | |
| 50 | 12.208 | 0.537 | -0.056 | 1.130 | 5 | Pass | ||
| 75 | 50.065 | -0.419 | -1.758 | 0.919 | 8 | Pass | ||
| Specimen Type | BM | 25 | 5.255 | 0.682 | 0.516 | 0.849 | 5 | Pass |
| 50 | 20.280 | 0.423 | 0.255 | 0.592 | 8 | Pass | ||
| 75 | 55.660 | -0.187 | -0.498 | 0.124 | 8 | Pass | ||
| Body Fluid | 25 | 2.213 | 0.933 | 0.390 | 1.476 | 5 | Pass | |
| 50 | 10.648 | 0.699 | 0.040 | 1.357 | 5 | Pass | ||
| 75 | 48.283 | -0.347 | -1.932 | 1.237 | 8 | Pass | ||
| CSF | 25 | 4.140 | 0.010 | -1.006 | 1.026 | 5 | Pass | |
| 50 | 14.973 | -0.130 | -1.038 | 0.778 | 5 | Pass | ||
| 75 | 67.520 | -0.812 | -2.701 | 1.077 | 8 | Pass | ||
| WB | 25 | 7.390 | 0.347 | 0.266 | 0.428 | 5 | Pass | |
| 50 | 28.270 | 0.195 | 0.118 | 0.272 | 8 | Pass | ||
| 75 | 58.055 | -0.022 | -0.145 | 0.102 | 8 | Pass | ||
Conclusion
Les performances de préparation d'échantillons sont équivalentes entre le CellMek SPS automatisé et le processus de préparation manuel indépendamment des sources courantes de variabilité. Le biais total par rapport à la référence préparée manuellement des sous-populations fenêtrées en pourcentage positif était compris dans 5 points de pourcentage pour les populations ≤ 20 % et dans 8 points de pourcentage pour les populations > 20 %. L'analyse des sous-composants de la conception de panel de préparation des échantillons (incubation typique ou débit optimisé), instrument (1, 2 ou 3), format d'anticorps (liquide ou sec), anticoagulant (EDTA, ACD, héparine ou aucun), et type d'échantillon (WB, BM, liquide corporel, ou CSF) a été évaluée sur un ensemble de données de marqueurs combinés. Toutes les catégories de sous-composants analysées étaient comprises dans 5 points de pourcentage pour les populations ≤ 20 % et dans 8 points de pourcentage pour les populations > 20 %.